Czasopismo Polskiego Towarzystwa Andrologicznego Journal of Polish Society of Andrology

Wpływ statusu chromatyny plemników na uzyskanie ciąży

W badaniach dotyczących wpływu statusu chromatyny męskich gamet na sukces rozrodczy w warunkach in vitro stosuje się wiele różnych parametrów będących miarą tego sukcesu. Zaliczyć do nich można: 1) Uzyskanie tzw. ciąży biochemicznej (ang. biochemical pregnancy), którą potwierdza się na podstawie oceny wzrostu poziomu podjednostki β ludzkiej gonadotropiny kosmówkowej (β-hCG, ang. human chorionic gonadotropin β-subunit) we krwi obwodowej kobiety. Badanie to wykonywane jest 12–14 dni po transferze zarodka z hodowli in vitro do macicy. 2) Odsetek implantacji (ang. implantation rate), który określany jest w oparciu o potwierdzenie, w badaniu ultrasonograficznym, obecności pęcherzyka ciążowego. Badanie to wykonywane jest w 4.–5. tygodniu ciąży. 3) Uzyskanie tzw. ciąży klinicznej (ang. clinical pregnancy), której potwierdzeniem jest zarejestrowanie w badaniu ultrasonograficznym bicia serca płodu. Badanie to przeprowadzane jest od 6. tygodnia ciąży. Co więcej, weryfikacji poddaje się asocjacje między statusem chromatyny plemników a występowaniem poronień oraz żywych urodzeń (Avendaño i wsp., 2010; Borges i wsp., 2019; Bounartzi i wsp., 2016; Gill i wsp., 2018; Jerre i wsp., 2019; Parrella i wsp., 2019; Simon i wsp., 2011, 2014; Tandara i wsp., 2014). Wraz ze wzrostem odsetka plemników z obniżonym statusem chromatyny rośnie ryzyko braku uzyskania ciąży i wystąpienia poronień Podobnie jak w przypadku rozwoju zarodków w hodowli in vitro, tak też w przypadku uzyskania ciąży i jej prawidłowego przebiegu obserwuje się istotną rolę dojrzałości i integralności chromatyny plemników. Potwierdzają to wyniki badań, w których wykazano istotnie niższy odsetek uzyskanych ciąż biochemicznych, implantacji i/lub ciąż klinicznych, gdy mężczyźni mieli: y 18,50% plemników TUNEL-pozytywnych vs. 1,20% (ICSI) (Parrella i wsp., 2019), y ≥30% SDF vs. ≤30% (ICSI) (Sivanarayana i wsp., 2013), y 50,30% plemników z pofragmentowanym DNA (test kometowy) vs. 23,20% (IVF) (Simon i wsp., 2011), y 68,50% plemników z pofragmentowanym DNA (test kometowy) vs. 33,80% (IVF) (Simon i wsp., 2011), y 71–100% plemników z pofragmentowanym DNA (test kometowy) vs. 0–30% (IVF i ICSI) (Simon i wsp., 2014). Wartość predykcyjna testów oceniających jakość plemnikowej chromatyny także potwierdza wpływ uszkodzeń chromatyny plemników na uzyskanie ciąży. Ujawniono, że efekt dużego halo oceniany w teście SCD miał satysfakcjonującą wartość predykcyjną dla uzyskania ciąży klinicznej (AUC = 0,750, wartość graniczna 38% z dużym halo), podczas gdy pełna ocena fragmentacji DNA plemników w tym teście (patrz przypis 6) miała średnią wartość predykcyjną (AUC = 0,670, wartość graniczna 29% SDF) (Tandara i wsp., 2014). Podobne wyniki wykazano w innych badaniach, w których uzyskano satysfakcjonującą wartość kliniczną testu SCD dla prognozowania uzyskania ciąży klinicznej po procedurze IVF i ICSI (AUC = 0,700, brak podanej wartości granicznej) (Bounartzi i wsp., 2016) bądź też testu TUNEL (AUC = 0,700, przy optymalnej wartości granicznej 17,6% plemników TUNEL-pozytywnych, metoda ICSI) (Avendaño i wsp., 2010). Uzupełnieniem tych ostatnich wyników było oszacowanie ilorazu szans na uzyskanie ciąży w zależności od empirycznie wyliczonej wartości granicznej odsetka plemników TUNEL-pozytywnych. Dla par, w których mężczyźni mieli >17,6% plemników TUNEL-pozytywnych, iloraz szans na osiągnięcie ciąży był 3,5-krotnie niższy niż w przypadku mężczyzn z ≤17,6% plemników TUNEL-pozytywnych. Lepszą wartość prognostyczną uzyskano dla testu kometowego. Wykorzystując do zapłodnienia IVF plemniki wyselekcjonowane (metoda DGC) lub gamety nieselekcjonowane, wykazano odpowiednio dobrą wartość statusem chromatyny plemników a występowaniem poronień oraz żywych urodzeń (Avendaño i wsp., 2010; Borges i wsp., 2019; Bounartzi i wsp., 2016; Gill i wsp., 2018; Jerre i wsp., 2019; Parrella i wsp., 2019; Simon i wsp., 2011, 2014; Tandara i wsp., 2014).

Wraz ze wzrostem odsetka plemników z obniżonym statusem chromatyny rośnie ryzyko braku uzyskania ciąży i wystąpienia poronień

Podobnie jak w przypadku rozwoju zarodków w hodowli in vitro, tak też w przypadku uzyskania ciąży i jej prawidłowego przebiegu obserwuje się istotną rolę dojrzałości i integralności chromatyny plemników. Potwierdzają to wyniki badań, w których wykazano istotnie niższy odsetek uzyskanych ciąż biochemicznych, implantacji i/lub ciąż klinicznych, gdy mężczyźni mieli: y 18,50% plemników TUNEL-pozytywnych vs. 1,20% (ICSI) (Parrella i wsp., 2019), y ≥30% SDF vs. ≤30% (ICSI) (Sivanarayana i wsp., 2013), y 50,30% plemników z pofragmentowanym DNA (test kometowy) vs. 23,20% (IVF) (Simon i wsp., 2011), y 68,50% plemników z pofragmentowanym DNA (test kometowy) vs. 33,80% (IVF) (Simon i wsp., 2011), y 71–100% plemników z pofragmentowanym DNA (test kometowy) vs. 0–30% (IVF i ICSI) (Simon i wsp., 2014). Wartość predykcyjna testów oceniających jakość plemnikowej chromatyny także potwierdza wpływ uszkodzeń chromatyny plemników na uzyskanie ciąży. Ujawniono, że efekt dużego halo oceniany w teście SCD miał satysfakcjonującą wartość predykcyjną dla uzyskania ciąży klinicznej (AUC = 0,750, wartość graniczna 38% z dużym halo), podczas gdy pełna ocena fragmentacji DNA plemników w tym teście (patrz przypis 6) miała średnią wartość predykcyjną (AUC = 0,670, wartość graniczna 29% SDF) (Tandara i wsp., 2014). Podobne wyniki wykazano w innych badaniach, w których uzyskano satysfakcjonującą wartość kliniczną testu SCD dla prognozowania uzyskania ciąży klinicznej po procedurze IVF i ICSI (AUC = 0,700, brak podanej wartości granicznej) (Bounartzi i wsp., 2016) bądź też testu TUNEL (AUC = 0,700, przy optymalnej wartości granicznej 17,6% plemników TUNEL-pozytywnych, metoda ICSI) (Avendaño i wsp., 2010). Uzupełnieniem tych ostatnich wyników było oszacowanie ilorazu szans na uzyskanie ciąży w zależności od empirycznie wyliczonej wartości granicznej odsetka plemników TUNEL-pozytywnych. Dla par, w których mężczyźni mieli >17,6% plemników TUNEL-pozytywnych, iloraz szans na osiągnięcie ciąży był 3,5-krotnie niższy niż w przypadku mężczyzn z ≤17,6% plemników TUNEL-pozytywnych. Lepszą wartość prognostyczną uzyskano dla testu kometowego. Wykorzystując do zapłodnienia IVF plemniki wyselekcjonowane (metoda DGC) lub gamety nieselekcjonowane, wykazano odpowiednio dobrą wartość predykcyjną (AUC = 0,879, przy optymalnej wartości granicznej 42% plemników z fragmentacją DNA) oraz bardzo dobrą wartość predykcyjną (AUC = 0,905, przy optymalnej wartości granicznej 52% plemników z fragmentacją DNA) testu kometowego dla uzyskania ciąży klinicznej (Simon i wsp., 2011). Co więcej, w badaniach tych wykazano, że iloraz szans dla braku ciąży był aż 24,18-krotnie wyższy, gdy w wyselekcjonowanym nasieniu (metoda DGC) stwierdzano >42% plemników z uszkodzoną chromatyną, oraz 76,00-krotnie wyższy, kiedy w nieselekcjonowanym nasieniu stwierdzono >52% plemników z pofragmentowanym DNA (Simon i wsp., 2011). Wykazano także, że uszkodzenia jądrowego DNA plemników mogą wpływać na wzrost ryzyka poronień, które częściej występowały u par, w których mężczyźni mieli ≥30% SDF vs. ≤30% (metoda ICSI) (Sivanarayana i wsp., 2013). Co więcej, ujawniono niemal 1,5-krotnie wyższe ryzyko wczesnych poronień (≤12. tydzień ciąży), gdy mężczyźni mieli >15% HDS vs. ≤15% (metody IVF i ICSI) (Jerre i wsp., 2019). Wykazano również, że wraz ze wzrostem uszkodzeń ojcowskiego materiału genetycznego ≥30% SDF vs. ≤30% (metoda ICSI) zmniejsza się liczba ciąż zakończonych porodem (Sivanarayana i wsp., 2013). Potwierdzają to również wyniki badań opublikowanych przez Parrella i wsp. (2019). Istotnie więcej ciąż zakończonych porodem (procedura ICSI) stwierdzono, gdy do zapłodnienia wykorzystano wyselekcjonowane nasienie (komora ZyMōt), w którym było średnio 1,20 ±0,40% plemników TUNEL-pozytywnych w porównaniu z wyselekcjonowanym nasieniem (metoda DGC), w którym było średnio 18,50 ±11,00% plemników TUNEL-pozytywnych.

Wpływ statusu chromatyny plemników na uzyskanie ciąży i wystąpienie poronień w zależności od zastosowanej metody zapłodnienia in vitro

Nie ulega wątpliwości, że sukces rozrodczy zapłodnienia pozaustrojowego w postaci ciąży może być zależny zarówno od liczby plemników z uszkodzoną chromatyną, jak i rodzaju zastosowanej procedury. Borini i wsp. (2006) wykazali istotnie wyższy odsetek uzyskanych ciąż klinicznych oraz niższy odsetek poronień przy zastosowaniu procedury ICSI, gdy mężczyźni mieli ≤10% plemników TUNEL-pozytywnych vs. >10%. Gdy autorzy zastosowali metodę IVF, nie uzyskali różnic w badanych parametrach między porównywanymi grupami. Odmienne wyniki zaprezentowali Henkel i wsp. (2003). Jeśli pacjenci leczeni metodą IVF mieli >36,5% plemników TUNELpozytywnych, uzyskiwano niższy odsetek ciąż vs. ≤36,5%. Nie wykazano tych różnic w przypadku par leczonych metodą ICSI (>24,3% vs. ≤24,3% plemników TUNEL-pozytywnych). Z kolei Oleszczuk i wsp. (2016) u pacjentów leczonych metodą IVF i ICSI nie stwierdzili istotnych różnic w szansach na uzyskanie ciąży biochemicznej, gdy mężczyźni mieli >30% DFI, >20–≤30% DFI oraz >10–≤20% DFI vs. ≤10%. Natomiast ci sami autorzy wykazali istotnie wyższy iloraz szans na wystąpienie poronień, gdy wartość DFI wynosiła >40%, ale tylko gdy rozpatrywano całą grupę bez podziału na rodzaj procedury zapłodnienia. Z kolei kiedy z badanej grupy wydzielono pary leczone metodą IVF i ICSI, szansa na urodzenie żywego dziecka była istotnie niższa, gdy DFI wynosiło >20% DFI vs. ≤10%, ale tylko w przypadku procedury IVF. Brak istotnych różnic w szansach na urodzenie żywego potomstwa uzyskano w przypadku procedury ICSI (Oleszczuk i wsp., 2016). Wyniki Oleszczuk i wsp. (2016) częściowo zgodne są z danymi uzyskanymi przez Simon i wsp. (2010). Ci ostatni autorzy wykazali średnią wartość predykcyjną testu kometowego (AUC = 0,648, przy optymalnej wartości granicznej 56% plemników z fragmentacją DNA lub AUC = 0,629, przy optymalnej wartości granicznej 44% plemników z fragmentacją DNA) dla uzyskania ciąży, ale tylko w przypadku zastosowania procedury IVF. Szansa na uzyskanie ciąży była 4,52-krotnie oraz 6,20-krotnie wyższa, gdy mężczyźni mieli odpowiednio <56% lub <44% plemników z pofragmentowanym DNA w porównaniu z mężczyznami z odpowiednio >56% lub >44% plemników z pofragmentowanym DNA.

Nieoczywisty wpływ statusu chromatyny plemników na uzyskanie ciąży i wystąpienie poronień

Nieoczywisty wpływ uszkodzeń chromatyny plemników obserwuje się nie tylko w przypadku procesu zapłodnienia i wczesnego rozwoju zarodkowego, ale również w przypadku uzyskania i przebiegu ciąży. Wykazano bowiem, że dla par leczonych metodą ICSI, w których mężczyźni mieli ≥30% SDF, uzyskano istotnie niższy odsetek implantacji oraz wyższy poronień vs <30% SDF. Nie wykazano jednak różnic w odsetku ciąż biochemicznych i klinicznych (Borges i wsp., 2019). W innych badaniach nie tylko ujawniono różnice w odsetku implantacji, ale także ciąż klinicznych (metoda IVF) między grupami, w których mężczyźni mieli ≥21% SDF vs. 11–20% SDF lub vs. ≤10%. Nie wykazano jednak różnic w częstości poronień (Zheng i wsp., 2018). Co więcej, stwierdzono ujemne korelacje (r = −0,250) między SDF (Muriel i wsp., 2006) a odsetkiem implantacji (metody IVF i ICSI), ale nie ujawniono tych korelacji między SDF (Muriel i wsp., 2006) lub DFI (metody IVF i ICSI) (Larson-Cook i wsp., 2003) a odsetkiem ciąż odpowiednio klinicznych i biochemicznych. Jedni badacze stwierdzili, niezależnie od zastosowanej procedury zapłodnienia in vitro, brak ciąży, gdy wartość DFI była >27% (Larson-Cook i wsp., 2003). Drudzy natomiast nie wykazali różnic w odsetku uzyskanych ciąż klinicznych (metody IVF i ICSI) między grupami, w których mężczyźni mieli >27% DFI vs. 9–27% DFI lub vs. <9% oraz >15% HDS vs. 5–15% HDS lub vs. <5%. Wykazano jednak wyższą częstość poronień w grupach, w których mężczyźni mieli >27% DFI i >15 HDS (Lin i wsp., 2008). Ujawniono również, że grupa płodnych mężczyzn (ciąża osiągnięta drogą naturalną) oraz grupa mężczyzn z par, dla których procedura IVF i ICSI zakończyła się uzyskaniem ciąży klinicznej, mieli istotnie niższy odsetek DFI (odpowiednio: 15% i 21% DFI) niż grupa mężczyzn z par, dla których mimo zastosowania zapłodnienia pozaustrojowego nie udało się uzyskać ciąży (38% DFI). Jednak grupy te nie różniły się odsetkiem HDS (Saleh i wsp., 2003). Wyniki te mogły sugerować, że w badanych przypadkach integralność genomu plemników miała większy wpływ na uzyskanie ciąży niż zwiększona zawartość histonów w ich chromatynie. Ciekawe wyniki badań uzyskali Jin i wsp. (2015). Autorzy stwierdzili istotny spadek odsetka implantacji, klinicznych ciąż i żywych urodzeń oraz wzrost częstości poronień u par (metody IVF i ICSI), w których kobiety miały zredukowaną rezerwę jajnikową, a mężczyźni mieli >27,3% SDF w porównaniu z kobietami ze zmniejszoną rezerwę jajnikową i mężczyznami z ≤27,3% SDF. Jednak w przypadku gdy kobiety miały prawidłową rezerwę jajnikową, a mężczyźni >27,3% lub ≤27,3% SDF, wyniki te nie zostały potwierdzone, co sugeruje niezwykle istotną rolę czynnika żeńskiego w prognozowaniu sukcesu reprodukcyjnego. Równie interesujące dane uzyskali Tang i wsp. (2020), którzy stwierdzili istotnie mniej ciąż klinicznych uzyskanych dla par (metoda IVF), w których mężczyźni mieli astenozoospermię i >31,25% SDF vs. astenozoospermie i ≤31,25% SDF, natomiast nie stwierdzili istotności statystycznej, gdy porównywano mężczyzn z normozoospermią (>31,25% SDF vs. ≤31,25%).

Brak wpływu statusu chromatyny plemników na uzyskanie ciąży i wystąpienie poronień

Nie wszystkie opublikowane dane potwierdzają wpływ uszkodzeń plemnikowej chromatyny na uzyskanie ciąży. Wielu autorów nie stwierdza zależności między ciążą a poziomem uszkodzenia chromatyny plemników. W badaniach tych nie wykazuje się różnic w częstości osiąganych ciąż biochemicznych, implantacji i/lub ciąż klinicznych między parami, w których mężczyźni mieli: y >15% HDS vs. ≤15% (IVF) (Niu i wsp., 2011), y >15% DFI vs. ≤15% (ICSI) (Green i wsp., 2020), y ≥20% SDF vs. <20% (IVF i ICSI) (Sun i wsp., 2018), y >22,30% SDF vs. ≤22,30% (IVF i ICSI) (Xue i wsp., 2016), y >25% SDF vs. <25% (ICSI) (Antonouli i wsp., 2019) y >27% DFI vs. ≤27% (IVF) (Niu i wsp., 2011), y >29% plemników AB-pozytywnych vs. odpowiednio ≤29% (IVF) (Hammadeh i wsp., 1996), y >30% plemników ze denaturowanym DNA vs. >15–30% lub vs. 0–15% (ICSI) (Zini i wsp., 2005), y >30% DFI vs. 15–30% lub vs. <15% (IVF i ICSI) (Chen i wsp., 2020), y ≥30% DFI vs. >15–<30% lub vs. ≤15% (IVF i ICSI) (Yang i wsp., 2019), y ≥30% SDF vs. <30% (IVF i ICSI) (Sun i wsp., 2018; Wang i wsp., 2014), y >35% SDF vs. ≤35% (IVF i ICSI) (Anifandis i wsp., 2015). Na brak wpływu statusu chromatyny na uzyskanie ciąży wskazuje się również w publikacjach, w których autorzy porównują odsetki plemników z uszkodzoną chromatyną między mężczyznami z par, dla których uzyskano ciążę biochemiczną, implantację i/lub ciążę kliniczną a mężczyznami z par, dla których implantacji i ciąż tych nie uzyskano. W badaniach tych nie wykazano różnic w odsetku plemników: y AB-pozytywnych (IVF i ICSI) (Gill i wsp., 2018; Bichara i wsp., 2019), y CMA3-pozytywnych (IVF i ICSI) (Gill i wsp., 2018; Tavalaee i wsp., 2009), y TB-pozytywnych (ICSI) (Gill i wsp., 2018), y TUNEL-pozytywnych (IVF i ICSI) (Bichara i wsp., 2019), y z dużymi wakuolami w obrębie główki będącymi wyrazem masywnych zaburzeń kondensacji chromatyny plemników (IVF i ICSI) (Bichara i wsp., 2019), y z nieprawidłową dyspersją chromatyny (test SCD) (IVF i ICSI) (Tavalaee i wsp., 2009; Velez de la Calle i wsp., 2008; Wang i wsp., 2014). Ponadto istnieją doniesienia, w których nie wykazuje się wartości predykcyjnej testów weryfikujących status chromatyny (test AB, CMA3, SCD i TB) dla uzyskania ciąży biochemicznej lub klinicznej (Gill i wsp., 2018; Sun i wsp., 2018) bądź też korelacji między wynikami zastosowanych testów a odsetkiem uzyskanych ciąż biochemicznych lub klinicznych (Antonouli i wsp., 2019; Gill i wsp., 2018; Velez de la Calle i wsp., 2008). Nie obserwuje się także istotnego wzrostu częstości poronień między parami, w których mężczyźni mieli: y >15% HDS vs. ≤15% (IVF) (Niu i wsp., 2011), y >15% DFI vs. ≤15% (ICSI) (Green i wsp., 2020), y >22,30% SDF vs. ≤22,30% (IVF i ICSI) (Xue i wsp., 2016), y >27% DFI vs. ≤27% (IVF) (Niu i wsp., 2011), y >30% SDF vs. ≤30% (ICSI) (Wang i wsp., 2014), y >30% DFI vs. 15–30% DFI lub vs. <15% (ICSI) (Chen i wsp., 2020) y ≥30% DFI vs. >15–<30% lub vs. ≤15% (IVF i ICSI) (Yang i wsp., 2019). Nie potwierdzono także różnic w odsetku DFI między parami, u których wystąpiło lub nie wystąpiło poronienie (metody IVF i ICSI) (Yang i wsp., 2019). Podobnie w innych badaniach nie wykazano różnic w odsetku SDF między parami, u których ciąże po procedurach IVF i ICSI zakończyły się porodem, a parami, u których brak było ciąż zakończonych porodem (Velez de la Calle i wsp., 2008).

Postępowanie terapeutyczne w celu zwiększenie szans na posiadanie potomstwa w zależności od poziomu uszkodzenia chromatyny plemników

Postępowanie terapeutyczne w męskiej niepłodności powinno jednocześnie uwzględniać wyniki podstawowego badania nasienia, oceny jakości chromatyny plemników, czas starania się o potomstwo, wiek partnerów oraz występowanie żeńskiego czynnika niepłodności. W przypadku normozoospermii, niskiego stopnia uszkodzeń DNA plemników (0–15% DFI), braku czynnika żeńskiego, relatywnie młodego wieku obojga partnerów i okresu starania się o potomstwo <2 lat można rozważać kontynuowanie starań mających na celu osiągnięcie spontanicznej ciąży. Natomiast gdy mimo prawidłowych wyników badań ginekologicznych i andrologicznych czas ten wynosi ponad 2 lata, należy rozważyć zastosowanie inseminacji domacicznej (IUI, ang. intrauterine insemination). Procedura ta może być także wykorzystana, gdy mimo prawidłowego odsetka plemników z uszkodzoną chromatyną zdiagnozowano łagodny czynnik męski (np. nieznaczne obniżenie standardowych parametrów seminologicznych) lub gdy potwierdzono czynnik żeński niepłodności, w przypadku którego IUI jest rekomendowana (np. tzw. wrogi śluz szyjki macicy lub zespół Mariona-Simsa7) (Bungum i wsp., 2011; Cho i Agarwal, 2017; Esteves 2016, 2019; Majzoub i wsp., 2019; Tesarik i Galán-Lázaro, 2017). U pacjentów, u których zostanie zdiagnozowany podwyższony odsetek plemników z nieprawidłowym statusem chromatyny (>15%, szczególnie >30% DFI), należy zastosować indywidualnie dobraną strategię terapeutyczną, mającą na celu poprawę parametrów nasienia (identyfikacja i eliminacja czynników takich jak: żylaki powrózka nasiennego, nieprawidłowa masa ciała, niezdrowe nawyki behawioralne, infekcje i stany zapalne układu moczowo-płciowego, stres oksydacyjny nasienia i inne), tym samym zwiększając szanse na uzyskanie ciąży w sposób naturalny lub dzięki IUI. W sytuacji braku powodzenia (>20% DFI szansa na uzyskanie ciąży naturalnej i uzyskanej po IUI zmniejsza się, a >25% DFI jest zdecydowanie niższa) lub gdy zastosowanie IUI nie ma medycznego uzasadnienia (np. ciężka oligozoospermia, astenozoospermia, brak jajowodów nienaprawialne ich uszkodzenia, endometrioza III i IV stopnia, nosicielstwo chorób wirusowych przez jednego z pacjentów), należy rozważyć wykorzystanie bardziej zaawansowanych metod leczenia niepłodności obejmujących zapłodnienie in vitro z wykorzystaniem nasienia ejakulowanego (IVF, ICSI lub IMSI), przy czym nie można pominąć faktu, że wartość DFI >40% może być przyczyną poronień i braku ciąży. Niepowodzenia zastosowanych procedur lub inne wskazania (np. azoospermia) mogą uzasadniać wykorzystanie do zapłodnienia plemników pobranych z najądrza (MESA-ICSI), bądź też z jądra (TESE-ICSI). Należy jednak podkreślić, że w przypadku braku sukcesu terapeutycznego licznych wcześniejszych procedur, nawracających poronień oraz ryzyka transmisji choroby genetycznej na kolejne pokolenie jako opcję można rozważyć zapłodnienie nasieniem dawcy, adopcję prenatalną (transfer zarodków innej pary) czy też adopcję dziecka (Bungum i wsp., 2011; Cho i Agarwal, 2017; Esteves 2016, 2019; Evenson, 2017; Łukszuk i wsp., 2018; Majzoub i wsp., 2019; Marchlewska i wsp., 2021; Tesarik i Galán-Lázaro, 2017).

Finansowanie

Badania finansowane przez Pomorski Uniwersytet Medyczny w Szczecinie (nr badań: WNoZ-322-01/S/ 19/2021).

Piśmiennictwo

Agarwal A., Barbăroșie C., Ambar R., Finelli R.: The Impact of Singleand Double-Strand DNA Breaks in Human Spermatozoa on Assisted Reproduction. Int J Mol Sci. 2020, 21(11), 3882. DOI: 10.3390/ ijms21113882. PMID: 32485940.
Aitken R.J.: Reactive oxygen species as mediators of sperm capacitation and pathological damage. Mol Reprod Dev. 2017, 84(10), 1039–1052. DOI: 10.1002/mrd.22871. PMID: 28749007.
Ambar R.F., Agarwal A., Majzoub A., Vij S., Tadros N.N., Cho C.L. i wsp.: The Use of Testicular Sperm for Intracytoplasmic Sperm Injection in Patients with High Sperm DNA Damage: A Systematic Review. World J Mens Health. 2020. DOI: 10.5534/wjmh.200084. PMID: 32648379.
Anifandis G., Bounartzi T., Messini C.I., Dafopoulos K., Markandona R., Sotiriou S. i wsp.: Sperm DNA fragmentation measured by Halosperm does not impact on embryo quality and ongoing pregnancy rates in IVF/ICSI treatments. Andrologia. 2015, 47(3), 295–302. DOI: 10.1111/and.12259. PMID: 24621442.
Antonouli S., Papatheodorou A., Panagiotidis Y., Petousis S., Prapas N., Nottola S.A. i wsp.: The impact of sperm DNA fragmentation on ICSI outcome in cases of donated oocytes. Arch Gynecol Obstet. 2019, 300(1), 207–215. DOI: 10.1007/s00404-019-05133-9. PMID: 30941554.
Avendaño C., Franchi A., Duran H., Oehninger S.: DNA fragmentation of normal spermatozoa negatively impacts embryo quality and intracytoplasmic sperm injection outcome. Fertil Steril. 2010, 94(2), 549–557. DOI: 10.1016/j. fertnstert.2009.02.050. PMID: 19339003.
Bączkowski T., Kurzawa R., Głabowski W.: Methods of embryo scoring in in vitro fertilization. Reprod Biol. 2004, 4(1), 5–22. PMID: 15094792.
Benagiano G., Paoli D., Lombardo F., Brosens J.J., Brosens I.A.: DNA fragmentation and the ultimate success of a pregnancy. Transl Androl Urol. 2017, 6(Suppl 4), 539–543. DOI: 10.21037/tau.2017.03.46. PMID: 29082175.
Benchaib M., Braun V., Lornage J., Hadj S., Salle B., Lejeune H. i wsp.: Sperm DNA fragmentation decreases the pregnancy rate in an assisted reproductive technique. Hum Reprod. 2003, 18(5), 1023–1028. DOI: 10.1093/humrep/deg228. PMID: 12721180.
Bichara C., Berby B., Rives A., Jumeau F., Letailleur M., Setif V. i wsp.: Sperm chromatin condensation defects, but neither DNA fragmentation nor aneuploidy, are an independent predictor of clinical pregnancy after intracytoplasmic sperm injection. J Assist Reprod Genet. 2019, 36(7), 1387–1399. DOI: 10.1007/s10815-019-01471-4. PMID: 31289980.
Borges E. Jr., Zanetti B.F., Setti A.S., Braga D.P., Provenza R.R., Iaconelli A. Jr.: Sperm DNA fragmentation is correlated with poor embryo development, lower implantation rate, and higher miscarriage rate in reproductive cycles of non-male factor infertility. Fertil Steril. 2019, 112(3), 483–490. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2019.04.029. PMID: 31200969.
Borini A., Tarozzi N., Bizzaro D., Bonu M.A., Fava L., Flamigni C. i wsp.: Sperm DNA fragmentation: paternal effect on early post-implantation embryo development in ART. Hum Reprod. 2006, 21(11), 2876–2781. DOI: 10.1093/ humrep/del251. PMID: 16793992.
Bounartzi T., Dafopoulos K., Anifandis G., Messini C.I., Koutsonikou C., Kouris S. i wsp.: Pregnancy prediction by free sperm DNA and sperm DNA fragmentation in semen specimens of IVF/ICSI-ET patients. Hum Fertil (Camb). 2016, 19(1), 56–62. DOI: 10.3109/14647273.2016.1157629. PMID: 27006263.
Bungum M., Bungum L., Giwercman A.: Sperm chromatin structure assay (SCSA): a tool in diagnosis and treatment of infertility. Asian J Androl. 2011, 13(1), 69–75. DOI: 10.1038/aja.2010.73. PMID: 21057512.
Chen L., Fang J., Jiang W., Wang J., Li D.: Effects of the sperm DNA fragmentation index on the clinical and neonatal outcomes of intracytoplasmic sperm injection cycles. J Ovarian Res. 2020, 13(1), 52. DOI: 10.1186/ s13048-020-00658-z. PMID: 32359369. Cho C.L., Agarwal A.: Role of sperm DNA fragmentation in male factor infertility: A systematic review. Arab J Urol. 2017, 16(1), 21–34. DOI: 10.1016/j. aju.2017.11.002. PMID: 29713533.
Daris B., Goropevsek A., Hojnik N., Vlaisavljević V.: Sperm morphological abnormalities as indicators of DNA fragmentation and fertilization in ICSI. Arch Gynecol Obstet. 2010, 281(2), 363–367. DOI: 10.1007/s00404-009-1140-y. PMID: 19504115.
Drenth Olivares M., Kuiper D.B., Haadsma M.L., Heineman K.R., Heineman M.J., Hadders-Algra M.: IVF procedures are not, but subfertility is associated with neurological condition of 9-year-old offspring. Early Hum Dev. 2019, 129, 38–44. DOI: 10.1016/j.earlhumdev.2018.12.017. PMID: 30639464. ESHRE Special Interest Group of Embryology and Alpha Scientists in Reproductive Medicine: The Vienna consensus: report of an expert meeting on the development of ART laboratory performance indicators. Reprod Biomed Online. 2017, 35(5), 494–510. DOI: 10.1016/j.rbmo.2017.06.015. PMID: 28784335.
Esteves S.C.: Interventions to Prevent Sperm DNA Damage Effects on Reproduction. Adv Exp Med Biol. 2019, 1166, 119–148. DOI: 10.1007/978- 3-030-21664-1_8. PMID: 31301050.
Esteves S.C.: Novel concepts in male factor infertility: clinical and laboratory perspectives. J Assist Reprod Genet. 2016, 33(10), 1319–1335. DOI: 10.1007/s10815-016-0763-8. PMID: 27423664.
Evenson D.P.: Evaluation of sperm chromatin structure and DNA strand breaks is an important part of clinical male fertility assessment. Transl Androl Urol. 2017, 6(Suppl 4), 495–500. DOI: 10.21037/tau.2017.07.20. PMID: 29082168.
Evgeni E., Lymberopoulos G., Touloupidis S., Asimakopoulos B.: Sperm nuclear DNA fragmentation and its association with semen quality in Greek men. Andrologia. 2015, 47(10), 1166–1174. DOI: 10.1111/and.12398. PMID: 25586471. Fishel S., Campbell A., Foad F., Davies L., Best L., Davis N. i wsp.: Evolution of embryo selection for IVF from subjective morphology assessment to objective time-lapse algorithms improves chance of live birth. Reprod Biomed Online. 2020, 40(1), 61–70. DOI: 10.1016/j.rbmo.2019.10.005. PMID: 31831370.
Gardner D.K, Lane M., Stevens J., Schlenker T., Schoolcraft W.B.: Blastocyst score affects implantation and pregnancy outcome: towards a single blastocyst transfer. Fertil Steril. 2000, 73(6), 1155–1158. DOI: 10.1016/ s0015-0282(00)00518-5. Gill K., Jakubik J., Rosiak-Gill A., Kups M., Lukaszuk M., Kurpisz M. i wsp.: Utility and Predictive Value of Human Standard Semen Parameters and Sperm DNA Dispersion for Fertility Potential. Int J Environ Res Public Health. 2019a, 16(11), 2004. DOI: 10.3390/ijerph16112004. PMID: 31195656
Gill K., Piasecka M.: Znaczenie oceny statusu chromatyny plemników ludzkich w warunkach naturalnego poczęcia. Post Androl. 2020, 7(1), 30–43. DOI: 10.26404/PAO_2353-8791.2020.03. Gill K., Rosiak A., Gaczarzewicz D., Jakubik J., Kurzawa R., Kazienko A. i wsp.: The effect of human sperm chromatin maturity on ICSI outcomes. Hum Cell. 2018, 31(3), 220–231. DOI: 10.1007/s13577-018-0203-4. PMID: 29594950. Gill K., Rosiak-Gill A., Jakubik J., Patorski L., Lukaszuk M., Piasecka M.: The higher risk for sperm DNA damage in infertile men. Ginekol Pol. 2019b, 90(12), 684–691. DOI: 10.5603/GP.2019.0117. PMID: 31909460.
Green K.A., Patounakis G., Dougherty M.P., Werner M.D., Scott R.T. Jr., Franasiak J.M.: Sperm DNA fragmentation on the day of fertilization is not associated with embryologic or clinical outcomes after IVF/ICSI. J Assist Reprod Genet. 2020, 37(1), 71–76. DOI: 10.1007/s10815-019-01632-5. PMID: 31755002. Halvaei I., Litzky J., Esfandiari N.: Advanced paternal age: effects on sperm parameters, assisted reproduction outcomes and offspring health. Reprod Biol Endocrinol. 2020, 18(1), 110. DOI: 10.1186/s12958-020-00668-y. PMID: 33183337.
Hammadeh M.E., al-Hasani S., Stieber M., Rosenbaum P., Küpker D., Diedrich K.: The effect of chromatin condensation (aniline blue staining) and morphology (strict criteria) of human spermatozoa on fertilization, cleavage and pregnancy rates in an intracytoplasmic sperm injection programme. Hum Reprod. 1996, 11(11), 2468–2471. DOI: 10.1093/oxfordjournals.humrep. a019139. PMID: 8981135. Hammadeh M.E., Stieber M., Haidl G., Schmidt W.: Association between sperm cell chromatin condensation, morphology based on strict criteria, and fertilization, cleavage and pregnancy rates in an IVF program. Andrologia. 1998, 30(1), 29–35. DOI: 10.1111/j.1439-0272.1998.tb01379.x. PMID: 9567167.
Henkel R., Kierspel E., Hajimohammad M., Stalf T., Hoogendijk C., Mehnert C. i wsp.: DNA fragmentation of spermatozoa and assisted reproduction technology. Reprod Biomed Online. 2003, 7(4), 477–484. DOI: 10.1016/ s1472-6483(10)61893-7. PMID: 14656411.
Homa S.T., Vassiliou A.M., Stone J., Killeen A.P., Dawkins A., Xie J. i wsp.: A Comparison Between Two Assays for Measuring Seminal Oxidative Stress and their Relationship with Sperm DNA Fragmentation and Semen Parameters. Genes (Basel). 2019, 10(3), 236. DOI: 10.3390/genes10030236. PMID: 30893955.
Iranpour F.G.: Impact of sperm chromatin evaluation on fertilization rate in intracytoplasmic sperm injection. Adv Biomed Res. 2014, 3, 229. DOI: 10.4103/2277-9175.145719. PMID: 25538915.
Jakubik-Uljasz J., Gill K., Rosiak-Gill A., Piasecka M.: Relationship between sperm morphology and sperm DNA dispersion. Transl Androl Urol. 2020, 9(2), 405–415. DOI: 10.21037/tau.2020.01.31. PMID: 32420146. Jauniaux E., Moffett A., Burton G.J.: Placental Implantation Disorders. Obstet Gynecol Clin North Am. 2020, 47(1), 117–132. DOI: 10.1016/j. ogc.2019.10.002. PMID: 32008663.
Jerre E., Bungum M., Evenson D., Giwercman A.: Sperm chromatin structure assay high DNA stainability sperm as a marker of early miscarriage after intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril. 2019, 112(1), 46–53.e2. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2019.03.013. PMID: 31043234.
Jin J., Pan C., Fei Q., Ni W., Yang X., Zhang L. i wsp.: Effect of sperm DNA fragmentation on the clinical outcomes for in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection in women with different ovarian reserves. Fertil Steril. 2015, 103(4), 910–916. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2015.01.014. PMID: 25747135.
Kirkman-Brown J.C., De Jonge C.: Sperm DNA fragmentation in miscarriage – a promising diagnostic, or a test too far? Reprod Biomed Online. 2017, 34(1), 3–4. DOI: 10.1016/j.rbmo.2016.12.002. PMID: 28063527. Kovacic B., Vlaisavljevic V., Reljic M., Cizek-Sajko M.: Developmental capacity of different morphological types of day 5 human morulae and blastocysts. Reprod Biomed Online. 2004, 8(6), 687–694. DOI: 10.1016/s1472- 6483(10)61650-1. PMID: 15169587.
Krausz C., Cioppi F., Riera-Escamilla A.: Testing for genetic contributions to infertility: potential clinical impact. Expert Rev Mol Diagn. 2018, 331– 346. DOI: 10.1080/14737159.2018.1453358. PMID: 29540081.
Larson-Cook K.L., Brannian J.D., Hansen K.A., Kasperson K.M., Aamold E.T., Evenson D.P.: Relationship between the outcomes of assisted reproductive techniques and sperm DNA fragmentation as measured by the sperm chromatin structure assay. Fertil Steril. 2003, 80(4), 895–902. DOI: 10.1016/ s0015-0282(03)01116-6. PMID: 14556809.
Lin M.H., Kuo-Kuang Lee R., Li S.H., Lu C.H., Sun F.J., Hwu Y.M.: Sperm chromatin structure assay parameters are not related to fertilization rates, embryo quality, and pregnancy rates in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection, but might be related to spontaneous abortion rates. Fertil Steril. 2008, 90(2), 352–359. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2007.06.018. PMID: 17904130.
Lopes S., Sun J.G., Jurisicova A., Meriano J., Casper R.F.: Sperm deoxyribonucleic acid fragmentation is increased in poor-quality semen samples and correlates with failed fertilization in intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril. 1998, 69(3), 528–532. DOI: 10.1016/s0015-0282(97)00536- 0. PMID: 9531891.
Lu J.C., Jing J., Chen L., Ge Y.F., Feng R.X., Liang Y.J. i wsp.: Analysis of human sperm DNA fragmentation index (DFI) related factors: a report of 1010 subfertile men in China. Reprod Biol Endocrinol. 2018, 16(1), 23. DOI: 10.1186/s12958-018-0345-y. PMID: 29540184.
Łukszuk K., Kozioł K., Jakiel G., Jakimiuk A., Jędrzejczak P., Kuczyński W. i wsp.: Diagnostyka i leczenie niepłodności – rekomendacje Polskiego Towarzystwa Medycyny Rozrodu i Embriologii (PTMRiE) oraz Polskiego Towarzystwa Ginekologów i Położników (PTGP). Ginekol Perinatol Prakt. 2018, 3(3), 112–140. Majzoub A., Agarwal A., Esteves S.C.: Clinical utility of sperm DNA damage in male infertility. Panminerva Med. 2019, 61(2), 118–127. DOI: 10.23736/ S0031-0808.18.03530-9. PMID: 30990284.
Marchlewska K., Gill K., Piasecka M.: Dodatkowa diagnostyka związana z nasieniem. W: Andrologia. Zdrowie mężczyzny od fizjologii do patologii. Red. J. Hilczer-Słowikowska. Wyd. Lek. PZWL, Warszawa, 2021, 349–376. Montjean D., Zini A., Ravel C., Belloc S., Dalleac A., Copin H. i wsp.: Sperm global DNA methylation level: association with semen parameters and genome integrity. Andrology. 2015, 3(2), 235–240. DOI: 10.1111/andr.12001. PMID: 25755112.
Muriel L., Garrido N., Fernández J.L., Remohí J., Pellicer A., de los Santos M.J. i wsp.: Value of the sperm deoxyribonucleic acid fragmentation level, as measured by the sperm chromatin dispersion test, in the outcome of in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril. 2006, 85(2), 371–383. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2005.07.1327. PMID: 16595214.
Nasiri N., Eftekhari-Yazdi P.: An overview of the available methods for morphological scoring of pre-implantation embryos in in vitro fertilization. Cell J. 2015, 16(4), 392–405. DOI: 10.22074/cellj.2015.486. PMID: 25685730. Nasr-Esfahani M.H., Razavi S., Mardani M.: Relation between different human sperm nuclear maturity tests and in vitro fertilization. J Assist Reprod Genet. 2001, 18(4), 219–225. DOI: 10.1023/a:1009412130417. PMID: 11432114.
Nasr-Esfahani M.H., Razavi S., Mozdarani H., Mardani M., Azvagi H.: Relationship between protamine deficiency with fertilization rate and incidence of sperm premature chromosomal condensation post-ICSI. Andrologia. 2004, 36(3), 95–100. DOI: 10.1111/j.1439-0272.2004.00612.x. PMID: 15206907.
Nasr-Esfahani M.H., Salehi M., Razavi S., Anjomshoa M., Rozbahani S., Moulavi F.: Effect of sperm DNA damage and sperm protamine deficiency on fertilization and embryo development post-ICSI. Reprod Biomed Online. 2005, 11(2), 198–205. DOI: 10.1016/s1472-6483(10)60959-5. PMID: 16168218.
Niu Z.H., Shi H.J., Zhang H.Q., Zhang A.J., Sun Y.J., Feng Y.: Sperm chromatin structure assay results after swim-up are related only to embryo quality but not to fertilization and pregnancy rates following IVF. Asian J Androl. 2011, 13(6), 862–866. DOI: 10.1038/aja.2011.77. PMID: 21841807.
Oleszczuk K., Giwercman A., Bungum M.: Sperm chromatin structure assay in prediction of in vitro fertilization outcome. Andrology. 2016, 4(2), 290– 296. DOI: 10.1111/andr.12153. PMID: 26757265.
Parrella A., Keating D., Cheung S., Xie P., Stewart J.D., Rosenwaks Z.: A treatment approach for couples with disrupted sperm DNA integrity and recurrent ART failure. J Assist Reprod Genet. 2019, 36(10), 2057–2066. DOI: 10.1007/s10815-019-01543-5. PMID: 31418108.
Piasecka M., Gill K.: Zapłodnienie i pierwsze etapy rozwoju zarodka. W: Andrologia. Zdrowie mężczyzny od fizjologii do patologii. Red. J. HilczerSłowikowska. Wyd. Lek. PZWL, Warszawa 2021, 261–310. Piasecka M., Gill K., Walczak-Jędrzejowska R.: Wybrane zaburzenia strukturalno-funkcjonalne plemników. W: Andrologia. Zdrowie mężczyzny od fizjologii do patologii. Red. J. Hilczer-Słowikowska. Wyd. Lek. PZWL, Warszawa 2021, 613–638. Pregl Breznik B., Kovačič B., Vlaisavljević V.: Are sperm DNA fragmentation, hyperactivation, and hyaluronan-binding ability predictive for fertilization and embryo development in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection? Fertil Steril. 2013, 99(5), 1233–1341. DOI: 10.1016/j. fertnstert.2012.11.048. PMID: 23290739.
Razavi S., Nasr-Esfahani M.H., Mardani M., Mafi A., Moghdam A.: Effect of human sperm chromatin anomalies on fertilization outcome post-ICSI. Andrologia. 2003, 35(4), 238–243. DOI: 10.1046/j.1439-0272.2003.00566.x. PMID: 12950409.
Rogenhofer N., Ott J., Pilatz A., Wolf J., Thaler C.J., Windischbauer L. i wsp.: Unexplained recurrent miscarriages are associated with an aberrant sperm protamine mRNA content. Hum Reprod. 2017, 32(8), 1574–1582. DOI: 10.1093/humrep/dex224. PMID: 28854581.
Sadeghi M.R., Hodjat M., Lakpour N., Arefi S., Amirjannati N., Modarresi T. i wsp.: Effects of sperm chromatin integrity on fertilization rate and embryo quality following intracytoplasmic sperm injection. Avicenna J Med Biotechnol. 2009, 1(3), 173–180. PMID: 23408716.
Sadeghi M.R., Lakpour N., Heidari-Vala H., Hodjat M., Amirjannati N., Hossaini Jadda H. i wsp.: Relationship between sperm chromatin status and ICSI outcome in men with obstructive azoospermia and unexplained infertile normozoospermia. Rom J Morphol Embryol. 2011, 52(2), 645–651. PMID: 21655656.
Saleh R.A., Agarwal A., Nada E.A., El-Tonsy M.H., Sharma R.K., Meyer A. i wsp.: Negative effects of increased sperm DNA damage in relation to seminal oxidative stress in men with idiopathic and male factor infertility. Fertil Steril. 2003, 79(3), 1597–s1605. DOI: 10.1016/s0015-0282(03)00337-6. PMID: 12801566.
Sigalos G.A., Triantafyllidou O., Vlahos N.F.: Novel embryo selection techniques to increase embryo implantation in IVF attempts. Arch Gynecol Obstet. 2016, 294(6), 1117–1124. DOI: 10.1007/s00404-016-4196-5. PMID: 27628754. Simon L., Brunborg G., Stevenson M., Lutton D., McManus J., Lewis S.E.: Clinical significance of sperm DNA damage in assisted reproduction outcome. Hum Reprod. 2010, 25(7), 1594–1608. DOI: 10.1093/humrep/deq103. PMID: 20447937.
Simon L., Lewis S.E.: Sperm DNA damage or progressive motility: which one is the better predictor of fertilization in vitro? Syst Biol Reprod Med. 2011, 57(3), 133–138. DOI: 10.3109/19396368.2011.553984. PMID: 21299480. Simon L., Lutton D., McManus J., Lewis S.E.: Sperm DNA damage measured by the alkaline Comet assay as an independent predictor of male infertility and in vitro fertilization success. Fertil Steril. 2011, 95(2), 652–627. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2010.08.019. PMID: 20864101.
Simon L., Murphy K., Shamsi M.B., Liu L., Emery B., Aston K.I. i wsp.: Paternal influence of sperm DNA integrity on early embryonic development. Hum Reprod. 2014, 29(11), 2402–2412. DOI: 10.1093/humrep/deu228. PMID: 25205757.
Sivanarayana T., Ravi Krishna C., Jaya Prakash G., Krishna K.M., Madan K., Sudhakar G. i wsp.: Sperm DNA fragmentation assay by sperm chromatin dispersion (SCD): correlation between DNA fragmentation and outcome of intracytoplasmic sperm injection. Reprod Med Biol. 2013, 13(2), 87–94. DOI: 10.1007/s12522-013-0168-7. PMID: 29699153.
Spector L.G., Brown M.B., Wantman E., Letterie G.S., Toner J.P., Doody K. i wsp.: Association of In vitro Fertilization With Childhood Cancer in the United States. JAMA Pediatr. 2019, 173(6):e190392. DOI: 10.1001/jamapediatrics.2019.0392. PMID: 30933244.
Sun T.C., Zhang Y., Li H.T., Liu X.M., Yi D.X., Tian L. i wsp.: Sperm DNA fragmentation index, as measured by sperm chromatin dispersion, might not predict assisted reproductive outcome. Taiwan J Obstet Gynecol. 2018, 57(4), 493–498. DOI: 10.1016/j.tjog.2018.06.003. PMID: 30122567.
Tandara M., Bajić A., Tandara L., Bilić-Zulle L., Šunj M., Kozina V. i wsp.: Sperm DNA integrity testing: big halo is a good predictor of embryo quality and pregnancy after conventional IVF. Andrology. 2014, 2(5), 678–686. DOI: 10.1111/j.2047-2927.2014.00234.x. PMID: 24947544.
Tang L., Rao M., Yang W., Yao Y., Luo Q., Lu L. i wsp.: Predictive value of the sperm DNA fragmentation index for low or failed IVF fertilization in men with mild-to-moderate asthenozoospermia. J Gynecol Obstet Hum Reprod. 2020, 10, 101868. DOI: 10.1016/j.jogoh.2020.101868. PMID: 32663655.
Tavalaee M., Razavi S., Nasr-Esfahani M.H.: Influence of sperm chromatin anomalies on assisted reproductive technology outcome. Fertil Steril. 2009, 91(4), 1119–1126. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2008.01.063. PMID: 18504041. Taylor T.H., Gitlin S.A., Patrick J.L., Crain J.L., Wilson J.M., Griffin D.K.: The origin, mechanisms, incidence and clinical consequences of chromosomal mosaICSIm in humans. Hum Reprod Update. 2014, 20(4), 571–581. DOI: 10.1093/humupd/dmu016. PMID: 24667481.
25 Tesarik J., Galán-Lázaro M.: Clinical scenarios of unexplained sperm DNA fragmentation and their management. Transl Androl Urol. 2017, 6(Suppl 4), 566–569. DOI: 10.21037/tau.2017.03.70. PMID: 29082179.
Velez de la Calle J.F., Muller A., Walschaerts M., Clavere J.L., Jimenez C., Wittemer C. i wsp.: Sperm deoxyribonucleic acid fragmentation as assessed by the sperm chromatin dispersion test in assisted reproductive technology programs: results of a large prospective multicenter study. Fertil Steril. 2008, 90(5), 1792–1799. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2007.09.021. PMID: 18166175.
Ventura-Juncá P., Irarrázaval I., Rolle A.J., Gutiérrez J.I., Moreno R.D., Santos M.J.: In vitro fertilization (IVF) in mammals: epigenetic and developmental alterations. Scientific and bioethical implications for IVF in humans. Biol Res. 2015, 48, 68. DOI: 10.1186/s40659-015-0059-y. PMID: 26683055.
Wang M., Sun J., Wang L., Gao X., Lu X., Wu Z. i wsp.: Assessment of density gradient centrifugation (DGC) and sperm chromatin dispersion (SCD) measurements in couples with male factor infertility undergoing ICSI. J Assist Reprod Genet. 2014, 31(12), 1655–1663. DOI: 10.1007/s10815-014- 0339-4. PMID: 25227693.
Watanabe H.: Risk of chromosomal aberration in spermatozoa during intracytoplasmic sperm injection. J Reprod Dev. 2018, 12, 64(5), 371–376. DOI: 10.1262/jrd.2018-040. PMID: 29984741.
Wdowiak A., Bakalczuk S., Bakalczuk G.: The effect of sperm DNA fragmentation on the dynamics of the embryonic development in intracytoplasmatic sperm injection. Reprod Biol. 2015, 15(2), 94–100. DOI: 10.1016/j. repbio.2015.03.003. PMID: 26051457.
Xue L.T., Wang R.X., He B., Mo W.Y., Huang L., Wang S.K. i wsp.: Effect of sperm DNA fragmentation on clinical outcomes for Chinese couples undergoing in vitro fertilization or intracytoplasmic sperm injection. J Int Med Res. 2016, 44(6), 1283–1291. DOI: 10.1177/0300060516664240. PMID: 28322098.
Yang H., Li G., Jin H., Guo Y., Sun Y.: The effect of sperm DNA fragmentation index on assisted reproductive technology outcomes and its relationship with semen parameters and lifestyle. Transl Androl Urol. 2019, 8(4), 356– 365. DOI: 10.21037/tau.2019.06.22. PMID: 31555559.
Zheng W.W., Song G., Wang Q.L., Liu S.W., Zhu X.L., Deng S.M. i wsp.: Sperm DNA damage has a negative effect on early embryonic development following in vitro fertilization. Asian J Androl. 2018, 20(1), 75–79. DOI: 10.4103/ aja.aja_19_17. PMID: 28675153.
Zini A., Meriano J., Kader K., Jarvi K., Laskin C.A., Cadesky K.: Potential adverse effect of sperm DNA damage on embryo quality after ICSI. Hum Reprod. 2005, 20(12), 3476–3480. DOI: 10.1093/humrep/dei266. PMID: 16123087.